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Microesferas



MICROESFERAS



Microesferas
ROBERTO SALVADOR CALVO, ÁLVARO REVILLA CALABIA, NOELIA CENIZO REVUELTA,
MARÍA ANTONIA IBAÑEZ, LOURDES DEL RÍO Y CARLOS VAQUERO PUERTA
Servicio de Angiología y Cirugía Vascular.
Hospital Clínico Universitario de Valladolid.

INTRODUCCIÓN
En los últimos años han aparecido nuevas técnicas de embolización como aportación al tratamiento de un amplio espectro de enfermedades
dentro de la terapia endovascular emergente. Las
partículas esféricas se introdujeron para solventar
los inconvenientes de la embolización con partículas de formas irregulares, las cuales pueden provocar la coagulación del catéter, la oclusión incompleta de los vasos diana, un comportamiento
y distribución más impredecible (1, 2). Las formas
esféricas, gracias a su calibración, permite una liberación controlada más predecible produciendouna oclusión más completa y permanente que las


no esféricas. Las partículas de alcohol polivinílico
son unas de las partículas más utilizadas desde los
años 70, sin embargo, su forma irregular las hace
propensas a agregarse obstruyendo el catéter y
bloquear los vasos diana proximalmente (3, 4).
Por ello, la aparición de las microesferas y microcatéteres ha permitido alcanzar los vasos diana
para ser transportados simplemente por el flujo
sanguíneo. Para conseguirlo es necesario adaptar
el tamaño de la microesfera al vaso diana. Un inconveniente de estas técnicas es que su evidencia
científica deriva de su utilización experimental en
modelos animales (conejo, cerdo, etc.) y estudios
in vitro.

– Tumores renales malignos.
– Carcinoma hepatocelular.
– Tumores benignos (p. e., leiomiomas uterinos, fibromas).
– Otras.

TIPOS
Dentro de los modelos disponibles en el
mercado (Fig. 1), destacamos:
a) Microesferas Embozone (CeloNova BioSciences): Core de hidrogel y poli (bis(trifluoroetoxy)) fosfato. Diámetro: 100 µm,
250 µm, 500 µm y 700 µm. (1).
b) Microesferas Embosphere (Biosphere Medical, Rockland, Massachussets): Gelatina
bovina y matriz de polímero acrílico. Diámetro: 40-120 µm, 100-300 µm, 500-700
µm, 700-900 µm. (1).

INDICACIONES
Son múltiples las aplicaciones de esta terapia
destacando (1, 3, 5):
– Sangrados traumáticos.
– Malformaciones arteriovenosas.

Fig. 1. Partículas de embolización de diferentes
tamaños.


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PROCEDIMIENTOS TERAPÉUTICOS OCLUSIVOS ENDOVASCULARES



c) Bead Block (Biocompatible): Hidrogel producido a partir de alcohol polivinílico. Diámetro: 100-300 µm, 500-700 µm, 700-900
µm. (1).
d) Microesferas Contour SE (BostonScientific):
Partículas esféricas de alcohol polivinílico.
Diámetros: 100-300 µm, 500-700 µm, 700900 µm. (1).
e) Hepasphere (Biosphere Medical, Roissy, Francia): Microesferas expandibles usadas para
tumores hepático (6).
f) Microesferas de gelatina (Nitta Gelatina, Osaka, Japón): Gelatina ácida. Diámetro 35-100
µm. Degradable a partir de 14 días (5).

PROCEDIMIENTO
Materiales específicos
1. Los microcatéteres más utilizados en la
literatura científica son el microcatéter
Progreat 2.8/3.0 Fr microcateter Omega
(Terumo, Japón), el microcatéter Renegade Hi-Flo 2.8/3.0 Fr (Boston Scientific,
EEUU), Embocath 2.8/3.0 Fr (Biosphere
Medical, EEUU) (2).
2. Contrate yodado para el test de liberación y la dilución de las microespheras. El
contraste más utilizado en la literatura es
el Iomeron 300 (Braco Diagnosis, EEUU)
a concentraciones medias (2).
3. Microesferas: Microesferas Contour SE
(Boston Scientific), Microesferas Embosphere (Biosphere Medical), Bead Block
(Biocompatible), Microesferas Embozone
(CeloNova BioSciences), Microesferas de
gelatina (Nitta Gelatina, Osaka, Japón), Hepasphere (Biosphere Medical, Roissy, Francia).
Dilución y liberación
Se pueden mezclar las microesferas (dosis
recomendada por el fabricante) en una jeringa
de 20 ml junto con 5 ml de contraste yodado
(p. e. Isovue 300) y suero fisiológico al 9%. La
mezcla se diluye durante al menos 1-5 minutos

hasta que se objetive una mezcla homogénea y
estable. La microesfera que más rápidamente
alcanza la homogeneidad es la Bead Block respecto Embosphere y Contour SE (2). La
duración de la mezcla depende del tamaño de
las microesferas, así las de mayor tamaño precipitan antes. La que presenta mayorestabilidad
en el tiempo también resulta ser la Bead Block
respecto a Embosphere y Contour SE (2). Se
libera la mezcla en el vaso diana a través de los
microcatéteres. No se recomienda la utilización
de microesferas de rango entre 900 y 1200 µm
con los microcatéteres citados salvo que se utilicen otros microcatéteres de 4 ó 5 Fr (2). Es
importante la compresibilidad de las microesferas para el paso a través de los microcatéteres,
así, la Contour SE es la que presenta una menor
resistencia a las fuerzas de compresión lo cual
facilita su liberación (2).
Es recomendable realizar una confirmación
arteriográfica a los 10 minutos de su liberación
en el vaso diana (1).

DISCUSIÓN
La distribución de todas la microesferas
mencionadas es muy variable siendo el modelo
Embozone la que podría presentar una distribución más uniforme. Sin embargo, serían necesarios otros estudios que correlacionaran es éxito
técnico con el comportamiento clínico.
La partícula ideal sería aquella que sea de
fácil aplicación y liberación a través de microcatéteres. Debe alcanzar grandes áreas diana
gracias a la deformabilidad de las partículas
siendo la oclusión de carácter permanente,
especialmente en aquellas embolizaciones
sobre tejido tumoral (4). El fenómeno de
extravasación puede inducir la revascularización tras la embolización por la reapertura de
los vasos diana o el desarrollo de colateralidad
(4). La recanalización puede llegar hasta el 75100% con las microesferas de alcohol polivinílico y las microesferas expandibles. La partícula que ha demostrado en modelo animal la
mayor devascularización y la mayor estabilidad
en el tiempo es la microesfera de gelatina
Embosphere.
MICROESFERAS

BIBLIOGRAFÍA
1. Stampfl S , Bellemann N, Stampfl U, Sommer CM, Thierjung
H, Lopez-Benitez R, Radeleff B, Berger I, Richter GM.
Arterial Distribution Characteristics of Embozene
Particles and Comparison with Other Spherical Embolic
Agents in the Porcine Acute Embolization Model. J Vasc
Interv Radiol 2009; 20:1597–607.
2. Lewis AL, Adams C, Busby W, Jones SA, Wolfenden L.,
Leppard SW, Palmer RR, Small S. Comparative in vitro evaluation of microspherical embolisation agents. J Mater Sci:
Mater Med 2006; 17:1193–204.
3. Link DP, Strandberg JD, Vrimani et al. Histopatologic appearance of arterial occlusions with hydrogel and polyvinyl

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alcohol embolic material in domestic swine. J Vasc Interv
Radiol 1996; 7:897-905.
4. Senturk C, Cakir V, Yorukoglu K, Yilmaz, Yigit A. Looking for
the Ideal Particle: An Experimental Embolization Study.


Cardiovasc Intervent Radiol 2010; 33:336–45.
5. Ohta S, Nitta N, Sonoda A, Seko A, Tanaka T, Takazakura R,
Furukawa A, Takahashi M, Sakamoto T, Tabata Y , Murata K.
Embolization materials made of gelatin: comparison between gelpart and gelatin microspheres. Cardiovasc
Intervent Radiol 2010; 33:120–6.
6. Bilbao JI, de Luis E, García de Jalón JA et al. Comparative
study of four different spherical embolic particles in an animal model: a morphologic an histologic evaluation. J Vasc
Interv Radiol 2008; 19:1625-38.





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